Practica No. 5 ELAVORACION DE UN FROTIS

ELAVORACION DE UN FROTIS




El alumno de laboratorio de análisis clínicos debe realizar un frotis con el producto obtenido en las cajas petri, el cual debe ser fino y delgado pára poder realizar el proceso de tincion.

MATERIALES:

1 Cajas petri con medio de cultivo y microorganismos en desarrollo
2 Asa bacteriológica de platino
3 Mecheros de bunsen
4 Vaso de precipitado de 50ml
5 vaso de precipitado 25ml de agua destilada
6 porta objetos


DESARROLLO

1 con el asa bacteriológica se va a realizar un frotis en un portaobjetos de cristal.

2 se toma el asa bacteriológica se pone en la flama del mechero dejándola al rojo vivo para que se esterilicé, se retira del fuego, se toma una pequeña gota de agua destilada, con ella misma se extrae una pequeña muestra del material bacteriológico crecido en las cajas petri.

Unas ves teniendo este material en el asa se acude a depositarlo en el portaobjetos en su parte central.

Desplazando de izquierda a derecha el material bacteriológico hasta que quede una película delgada, una ves teniéndola verificamos con el instructor si ya esta lista para poder fijarla al calor.

Ya realizado el frotis se fija de forma directa, se toma el portaobjetos en sus partes alo largo para su transporte.

Se toma el portaobjetos de forma lateral para poderlo pasar encima de la llama nunca dejar en forma directa en la flama.

Una vez fijado el frotis queda listo para el proceso de tinción.

Practica No. 4 OBSERVACION MACROSCOPICA

OBSERVACION MACROSCOPICA


El alumno realiza observacion macroscopica de las cajas petri anteriormente sembradas en las que se presenta desarrollo o crecimiento de colonias bacterianas.

MATERIALES

1 cajas petri ya con medio de cultivo elaborado
2 asa bacteriana
3 2 mecheros de bunsen
4 baso de presipitado con 25ml de agua deztilada
5 vernier o pie de rey
6 3 torundas de algodón seco
7 3torundas de algodón alcoholizadas

DESARROLLO

1 las cajas pitri ya sembradas se deposita las cajas petri en mesa de laboratorio para su observación, previamente la mesa vestida de papel blanco

2 observamos de forma microscópica los crecimientos de microorganismos en medio del cultivo anotando colores, olores, dimensión desde la mas pequeña hasta la mas grande, para ello necesitamos abrir la caja en nuestro campo de esterilización a base de los 2 mecheros

3para poder medir las colonias de microorganismos utilizaremos una herramienta de medición denominada vernier, medimos y anotamos con su prespectivo grafico

4 cada grafico debe llevar el pie de grafico o pie de foto donde nos indica la información de lo que estamos plasmando.

Practica No.3 SIEMBRA

SIEMBRA EN CAJAS PETRI EN FORMA DE ESTRIAS

Materiales
1 cajas petri con medio de cultivo elaborado
2 muestras de deshecho
3 asa bacteriologica
4 mecheros de bunsen
5 vasos de precipitado con agua destilada con 25ml
6 papel para cubrir mesa de laboratorio
7 papel secante
8 torundas de algodón
9 masquintape para etiquetar cajas petri alcoholizadas

Muestras de producto de desecho
1 toma de muestra (2.5ml de sangre) se deposita en el tubo de tapón rojo 2 orina (6 botes para orina)
1 portaobjeto
3 muestra de cavidad oral en espacios interdentales (hisopos)
4 agua preparada en la calle (aguas frescas)
5 raspado interdigital con portaobjetos.

Desarrollo:
Se realiza el proceso de siembra por estrías en medio de cultivo que contiene las cajas petri siendo este sólido. Se utiliza el asa bacteriológica, pasándola por el mechero y al ponerse al rojo vivo esta queda esterilizada.

Una ve esterilizada el asa se toma una pequeña gota de agua destilada y se pasa a tomar la muestra de desecho que se pretende observar esto es en 2 materiales de preferencia sólidos.

Para los materiales líquidos solo se esteriliza, se toma el producto y se aplica en la caja petri realizando una siembra en forma de estrías de los 7 tipos mostrados en el pizarrón.
Para poder sembrar una muestra de caveado de oral de espacio interdental se requiere un hisopo esterilizado, tomando la muestra del paciente en su cavidad oral y se aplica en caja petri en forma de estriado. Dentro de los 7 modelos de siembra, uno de ellos requiere varilla de cristal para poder sembrar el producto el cual séle da el nombre de siembra de dispersión.

Las cajas petri sembradas se deben depositar en la estufa de incubación a 37 grados centígrados. Durante el proceso practico debemos realizar nuestra bitácora de actividades, elaborando en 1 hoja cuadriculada para asignar cada una de la actividades enumeradas llevando secuencia en tiempos y en la cual debemos anotar fechas de trabajo realizado

Practica No.2 TECNICA DE ESTERILIZACION

TECNICA DE EZTERILIZACION

Se esteriliza el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120 grados centígrados durante 20 minutos.

Una vez terminada la esterilización se deja enfriar, el producto se libera de la autoclave, se entrega a las mesas y se hará el vaciado en cajas petri.

Para el vaciado en cajas petri se requiere un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto este en el centro del campo de esterilización del mechero.

11 Se utiliza el vaso de precipitado de 250 ml el cual se pasara en forma breve por el fuego, para que este esterilizado (se pasara con la boquilla abierta) séle vierte el producto con la cantidad requerida y se vacía el producto con la cantidad requerida y se vacía ala caja petri, dejándola abierta con su tapa sobrepuesta asta que se enfríe, esto se hará las veces necesarias en nado de cajas.

Ya estando sólido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador, con el nombre de la mesa, grupo, datos del medio de cultivo.

practica No.1 MEDIO DE CULTIVO

Practica No. 1 Medio de Cultivo. (Reactivo)

1. objetivo realizado por el alumno
2. una introducción.
3. índice.
4. materiales.
5. instrucciones.

1) Llegar puntualmente al laboratorio.

2) Disponer de equipo de bioseguridad para realizar trabajo de laboratorio (5 min.)

3) Solicitar vale para materiales de laboratorio y vestir la mesa de laboratorio con papel color blanco para poder obtener un campo estéril un alumno de los que están dentro del laboratorio para realizar la practica, debe de anotar en el pizarrón los materiales que se utilizaran en la misma.

4) Materiales para medio de cultivo.
cristalería:
matraz erlenmeyer 250 ml.
vaso de precipitado 250 ml.
probeta graduada 100 ml.
vaso de precipitado 50 ml.
varilla de cristal o agitador.
vidrio de reloj.

pesos y medidas:
balanza granataría.

materiales de apoyo:
espátula.
utilización de técnica de esterilización autoclave
mechero de bunsen o káiser.
torundas de algodón.
papel secante color café.
cinta masquen tape café.
y en reactivos medio de cultivo.

5) Indicaciones para desarrollo del medio de cultivo.
pesar el polvo del medio de cultivo utilizado en el vidrio de reloj, realizando regla de tres. Solicitar agua destilada dependiendo la cantidad de producto que se valla a ocupar en cajas petri, siendo un total de 7 cajas petri por mesa; en el caso de nuestra mesa es necesario que sean 8 cajas petri.
una ves pesado el polvo del medio de cultivo se mezclaran el contenido de agua que se tiene en el vaso de precipitado.
para poder mezclar y que no queden grumos se utiliza la varilla de cristal para agitar conforme a las manecillas de reloj hasta que se disuelva el polvo en agua.
una vez que ya tenemos la mezcla hecha dejamos reposar el producto de acuerdo a las indicaciones que contiene el deposito de medio de cultivo.
NOTA: las indicaciones del medio de cultivo que contiene en la etiqueta. Del deposito se deben de transcribir para conocer bien los datos.

6) Se le da el nombre de rehidratación al polvo con agua y observando las indicaciones dadas se tomara el porcentaje requerido de polvo para la mezcla con el agua que soliciten de acuerdo a las cajas petri que se llevan a preparar.
después de que reposo del producto se le da movimientos en rotación, juego de muñeca exponiéndolo al fuego del mechero, estos movimientos darán como resultado una ebullición (hervor). Y se le dará desde el momento que inicia la ebullición un minuto de tiempo para que quede listo nuestro medio de cultivo en forma liquida.
se debe tener cuidado con la ebullición del producto en el matraz erlenmeyer ya que este puede rebasar sus limites y ocasionar un accidente por quemaduras.
una ves terminado el proceso de ebullición del medio de cultivo se deja enfriar, se tamponea con torundas de algodón, se cubre con cinta masquen tape y se etiqueta con registro del medio de cultivo, núm. mesa y fecha de elaboración así como la hora en que se realizo.

7) Todos los integrantes se ponen de acuerdo para el proceso de esterilización y se depositaran en la autoclave. Que ya previamente se ha preparado al principio de la práctica.

Técnica de esterilización Autoclave (calor húmedo).
se esterilizara el producto a 15 libras de presión y una temperatura de 120 °C durante 20 min.
Una ves terminada la esterilización se deja enfriar, se libera del autoclave, se entrega a las mesas y se lleva a cabo el vaciado en las cajas petri.
Para el baseado en cajas petri se requiere de un campo de esterilización en la mesa con 2 mecheros para que el producto, se libere del autoclave se entrega en las mesas y se llevara acabo el baseado en las cajas petri.
5 Se utiliza baso de precipitado de 50 ml, el cual se pasara en forma breve por el fuego en la boquilla del baso para que este, este esterilizado, se le vierte el producto en la cantidad requerida y se bacía en la caja petri, dejándola abierta con su tapa, sobre encimada, asta que enfrié. Estos se hará todas las veces necesarias del llenado de cajas.
Ya estando solido el medio de cultivo se tapa, se etiqueta y se deposita en el enfriador

ENLISTADO DE PRACTICAS

Practica-1 Operar equipo y material de laboratorio así como elaborar medios de cultivo.

Practica-2 Elaborar medio de cultivo.

Practica-3 Esterilización d medio de cultivo.

Práctica-4 Siembras en estría de medio de cultivo.

Practica-5 Observación de desarrollo de microorganismos en medio de cultivo, lectura de colonias.

Practica-6 Protis para tinción.

Practica-7 Tinción de Gram

Practica-8 Observación microscópica en objetivos 100X con aceite de inmersión

Practica-9 Prueba de reacciones febriles para prueba de aglutinación en serología tubo son anti coagulo (rojo)

Practica-10 Prueba de aglutinación en sangre fresca utilizando tuvo coagulante (morado)

TAREA #7 COCOS Y BACILLUS

COCOS

Los cocos piógenos (productoras de pus) son bacterias esféricas que causan diferentes infecciones supurativas Incluye a cocos Gram-positivos: Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes y Streptococcus pneumoniae, y a los cocos Gram-negativas Neisseria gonorrhoeae y N. meningitidis. Estas bacterias son patogenas y se estima que producen un tercio de las infecciones humanas, entre ellas infecciones en la garganta, neumonía, enfermedades de la piel, shock septicémicos, meningitis, gonorrea, envenenamiento de alimentos.

Staphylococcus aureus es una de las bacterias mas exitosas con un amplio rango de virulencia lo que le permite ser el agente de un amplio número de infecciones y a menudo esta presente en la flora normal humana (piel, mucosa nasal y tracto genital ), esto asegura su transmisibilidad de un individuo a otro. En términos de filogenia fisiología y genética, estos géneros de bacterias están poco relacionados entre ellos. Sin embargo comparten una ecología común, como patógenos humanos. El pus es el resultante de la batalla entre los fagocitos (neutrófilos) y las bacterias invasoras. A medida que las bacterias son ingeridas y muertas por los fagocitos los mismos eventualmente se lisan y liberan su contenido que, junto a los productos de digestión de las bacterias, constituyen el principal material del pus. Por otra parte como una defensa contra los fagocitos los estrepto y estafilococos producen toxinas que matan los neutrófilos antes de que ingieran las bacterias contribuyendo al aumento del pus.

Dos especies de Staphylococcus viven asociadas a los humanos: Staphylococcus epidermidis habitante normal de la piel y membranas mucosas y Staphylococcus aureus con una localización variada, aunque generalmente se lo encuentra en mucosa nasal. S. epidermidis raramente es patógeno y probablemente beneficia a su huésped produciendo ácidos y retardando de este modo el crecimiento de hongos dermatofitos. S. aureus siempre posee el potencial de causar enfermedades y por lo tanto se lo considera patógeno. Diferentes cepas de S. aureus difieren en el rango de enfermedades que causan incluyéndose entre ellas forúnculos y granos, infecciones de heridas, neumonía, osteomielitis, septicemia, intoxicación alimentaria, y shock tóxico. S. aureus encabeza el ranking de productores de infecciones intrahospitalarias entre las bacterias Gram-positivas.

También es notoria su resistencia a la penicilina y otros antibióticos.
Streptococcus pyogenes, más especificamente Streptococos del grupo A beta hemolíticos, al igual que S. aureus, son la causa de un conjunto de enfermedades supurativas y toxigénicas y para completar algunas enfermedades autoinmunes y alérgicas.

S. pyogenes raramente se encuentra como flora normal (<1%),>fiebre reumática y la glomérulo nefritis (las así llamadas secuelas post-estreptococcicas). A diferencia de los estafilococos no han desarrollado una resistencia generalizada a la penicilina y a los antibióticos beta lactámicos, por lo tanto los beta lactámicos SON LA DROGA DE ELECCIÓN para el tratamiento de las enfermedades estreptocócicas agudas.

Streptococcus pneumoniae es la causa mas frecuente de neumonía en humanos. También es causa frecuente de otitis media y meningitis. Las bacterias colonizan la nasofaringe y desde allí acceden a pulmones o trompa de Eustaquio. Aquellas que poseen cápsulas pueden impedir la fagocitosis por los macrófagos alveolares por lo tanto las cepas capsuladas pueden invadir los pulmones y son VIRULENTAS mientras que las no capsuladas que son rápidamente fagocitadas son no virulentas.

Bacillus.

El género Bacillus está compuesto por bacilos grampositivos grandes caracterizados por su capacidad para producir endosporas. El género incluye microorganismos aerobios estrictos y anaerobios facultativos. Bacillus anthracis es causante de enfermedad en el ser humano. Muchas otras especies están distribuidas en la naturaleza y se hallan en la mayor parte de las muestras de suelos, agua y polvo. Ciertos miembros de dicho género han adquirido importancia como productores de antibióticos. (1)
Bacillus anthracis.

El carbunco (enfermedad de los animales herbívoros, ovinos y bovinos, equinos, porcinos y caprinos) es causado por el B. anthacis, un bacilo grampositivo aerobio y formador de esporas. Es un bacilo recto que mide de 3 a 5 micras de largo y de 1 a 1.2 micras de ancho, es inmóvil. Están encapsulados durante la proliferación en el animal infectado.
Características de su cultivo. Proliferan bien en placas con agar sangre. La proliferación máxima se obtiene con un pH de 7-7.4 en condiciones aerobias, pero se produce desarrollo en ausencia de oxígeno. Identificación de laboratorio. Ni los aspectos morfológicos ni las características de cultivo habituales permiten diferenciar al B. anthracis de las cepas inmóviles de B. cereus, el microorganismo con el que más fácilmente se confunde.

Sin embargo, las cepas virulentas de B. anthracis son los únicos microorganismos que producen colonias rugosas cuando proliferan en ausencia de un mayor nivel de CO2 y colonias mucoides cuando proliferan en un medio con bicarbonato de sodio en una atmósfera con un 5% de CO2. Los
seres humanos se infectan de una de tres formas:
1. La vía cutánea. Los microorganismos acceden a través de pequeñas abrasiones o cortes y se multiplican.
2. Inhalación. Los microorganismos son inhalados, se multiplican en los pulmones y son barridos hacia los ganglios linfáticos hiliares de drenaje, donde se rpoduce una necrosis hemorrágica.
3. Ingestión. Rara vez los microorganismos son ingeridos en carne infectada, con ella resultante invasión y ulceración de la mucosa gastrointestinal.

FICHA BIBLIOGRAFICA

http://fai.unne.edu.ar/biologia/bacterias/Bacteriasrelavantes.htm

TAREA # 6 frotis

FROTIS :

Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados. La fijación de una extensión bacteriana hace que las bacterias queden inactivadas y adheridas al vidrio alterando lo menos posible la morfología y bacteriana y las posibles agrupaciones de células que pudiera haber.

REALIZACIÓN DEL FROTIS

1. Colocar una pequeña gota de agua en el centro de un portaobjetos limpio. Es necesaria muy poca cantidad de agua, por lo que se puede usar el asa de siembra, ya que en el extremo curvo de su filamento queda retenida una mínima gota de agua, que resulta suficiente.
2. Flamear el asa de siembra, tomar, en condiciones asépticas, una pequeña cantidad del cultivo bacteriano en medio sólido y transferirlo a la gota de agua. Remover la mezcla con el asa de siembra hasta formar una suspensión homogénea que quede bastante extendida para facilitar su secado.
   Si la muestra se toma de un cultivo en medio líquido, no es necesario realizar los dos primeros pasos ya que basta con colocar y extender una gota de la suspensión bacteriana, que se toma con el asa de siembra, directamente sobre el portaobjetos.
3. Esperar hasta que el líquido se evapore o acelerar su evaporación acercando el porta a la llama del mechero. En este caso hay que tener mucha precaución de no calentar demasiado el porta pues las células pueden deformarse o romperse.

FIJACIÓN DE LAS BACTERIAS AL PORTAOBJETOS

4. Por calor: Pasar tres veces el portaobjetos por la llama durante unos segundos. Dejar enfriar el porta entre los pases.
5. Con metanol (para bacterias procedentes de medio líquido). Añadir unas gotas de metanol sobre la extensión completamente seca. Golpear el portaobjetos por su canto con cuidado contra la mesa de trabajo para retirar de inmediato el exceso de metanol. Esperar a que el metanol se evapore completamente.

Una vez realizado el frotis y fijadas las bacterias, las preparaciones pueden ser observadas al microscopio, aunque carecen de contraste. Lo normal es continuar con el proceso de tinción.

TINCIÓN DEL FROTIS BACTERIANO

6. Cubrir el frotis con abundante colorante y dejarlos actuar durante el tiempo que indique el protocolo de cada tinción concreta. Suele oscilar entre 1 y 5 minutos. En ocasiones el colorante tiñe sólo en caliente, por lo que el tiempo que dure su actuación se deberá sostener el portaobjetos con unas pinzas sobre la llama del mechero para que humee el colorante, pero teniendo mucho cuidado de que no llegue a hervir ya que se produciría la destrucción de las células.
7. Lavar la preparación con agua para eliminar el colorante. Esta operación se realiza inclinando el portaobjetos y aplicando el chorro de agua en su parte superior de manera que resbale sobre el frotis, pero sin que vaya dirigido directamente sobre él, pues podría arrastrar parte del frotis consigo. Eliminar la máxima cantidad de agua de los portaobjetos golpeándolos por su canto con cuidado contra la superficie de la mesa de trabajo.
8. Secar el porta presionando entre dos papeles de filtro, pero en ningún caso se debe frotar el porta.
9. Observar la preparación al microscopio llegando hasta el máximo aumento. Si se quiere montar de forma definitiva no se debe usar ahora el aceite de inmersión.

MONTAJE DEFINITIVO DE LA PREPARACIÓN

La técnica siguiente es de aplicación para cualquier preparación microscópica que se desee montar de forma definitiva. Se anotará en un extremo del portaobjetos el contenido de la preparación, la fecha y, en su caso, el nombre del alumno.

10. Pasar sucesivamente los portaobjetos por las siguientes soluciones manteniéndolos un mínimo de 5 minutos en cada baño. La serie de alcoholes puede modificarse en función de la disponibilidad de los reactivos, pero el objetivo es que la preparación quede totalmente deshidratada. Escurrir bien el reactivo antes de introducirlo en el siguiente baño.

a. Alcohol de 70º

b. Alcohol de 95º c.

Acetona pura Acetona-xilol (1:1) Xilol

11.Montar la preparación. Emplear bálsamo de Canadá, euparal o algún medio de montaje sintético. Utilizar preferiblemente cubreobjetos de 22x22 mm.

FICHA BIBLIOGRAFICA

http://www.joseacortes.com/practicas/frotisbact.htm

CLASE No. 3

8.-Agrutinacion
Materiales
1.- lamina de cristal para reacciones febriles
2.-tubo de ensaye con tapón rojo estéril


3.-palillos de madera
4.-torundas de algodón con alcohol
5.-centrifuga
6.-microscopio



7.-pipeta Pasteur con bulbo



8.-papel secante
9.-papel para vestir mesa de laboratorio
10.-torniquete



Reactivo
1.- febriclin
2.-paciente “sangre fresca”
3.-hoja de solicitud de examen
4.-hoja de laboratorio
5.-indicaciones del laboratorio al paciente
6.- folio de registro


Análisis
1.- técnica de extracción de sangre
2.-separacion de paquete sanguíneo y plasma
3.-punteo de plasma en placa de cristal
4.-mesclar plasma con reactivo de febriclin para observar la reacción de aglutinación
5.-observar microscópicamente el proceso de aglutinación en objetivo 10X y 40X
6.-reportar en hoja de laboratorio

Tífico H = + -
Tífico 0 = + -
Paratífico A= + -
Brucella abortus= + -
Proteus 0X19= +-

Tarea #3 TINCION

Tinción:

Las tinciones se combinan químicamente con el protoplasma bacteriano; si la célula no ha muerto el proceso termina de hacerlo. El método, por consiguiente, es bastante drástico y puede producir artificios. Las tinciones mas frecuente son sales. Las tinciones básicas consiste en un catión coloreado unido a un anión incoloro, mientras las ácidas constituyen exactamente lo contrario, unido a dos cationes. Las células bacterianas son abundantes en ácidos nucleicos, los cuales portan cargas negativas en formas de fosfatos. Los colorantes ácidos no tiñen a las células bacterias, y por tanto, pueden utilizarse para teñir al fondo con un color de contraste. Las tinciones básicas tiñen uniformemente en las células bacterianas, a menos que antes de destruyan el ARN del citoplasma. También se pueden usar técnicas de tinción especiales para flagelos, membranas celulares, paredes celulares, gránulos, nucleótidos y esporas.

Clasificación de las tinciones:

La tinción de Gram o coloración Gram es un tipo de tinción diferencial empleado en microbiología para la visualización de bacterias, sobre todo en muestras clínicas. Debe su nombre al bacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana, considerándose Bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color violeta y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa. La tinción de Ziehl-Neelsen (BAAR) es una técnica de tinción diferencial rápida y económica, para la identificación de mocroorganismos patógenos, por ejemplo M. tuberculosis. Este método se basa en que las paredes celulares de ciertos parásitos y bacterias contienen ácidos grasos (por ejemplo, el ácido micólico) de cadena larga (50 a 90 átomos de carbono) que les confieren la propiedad de resistir la decoloración con alcohol-ácido, después de la tinción con colorantes básicos. Por esto se denominan bacilos ácido-alcohol resistentes o BAAR. Las micobacterias como M. tuberculosis y M. marinum y los parásitos coccídeos como Cryptosporidium se caracterizan por sus propiedades de ácido-alcohol resistencia. La coloración clásica de Ziehl-Neelsen requiere calentamiento para que el colorante atraviese la pared bacteriana que contiene ceras. En una tinción directa el colorante interacciona directamente con el sustrato. En una tinción indirecta se hace interaccionar en primer lugar a una sustancia química denominada "mordiente" con el sustrato la cual permite la posterior interacción del colorante. Usualmente los mordientes son sales, hidróxidos o alumbres de metales bivalentes o trivalentes.

Tinciones simples:
tinción negativa: se usa un colorante ácido, nigrosina o tinta china, que no entra en la célula de modo que estas no se observan teñidas, lo que se ve de color es el fondo Frotis. Secado al aire Colorante. Visionado a 100X .tinción básica: se usa azul de metileno que si tiñe a las células. Frotis. Fijación. Colorante. Lavado con agua destilada. Secado al aire.Visionado a 100X.

Tinciones diferenciales:
tinción Gram: se basa en las diferencias entre las paredes de las Gram + y las Gram - , el primer colorante tiñe todas las células, en las G+ entra y con la acción del lugol formara una molécula muy grande que no sale de la célula, pero el disolvente, etanol, disolverá la capa d lipopolisacaridos de las Gram negativas donde esta el 1º colorante, ya que no pudo atravesar esta barrera, de modo que al añadir el 2º será este el único que les de color. Extensión. Fijación. Colorante básico, cristal violeta, entra en las células. Lavado con agua destilada. Mordiente, lugol: el colorante básico ya no puede salir de G+. Lavado con etanol que disuelve la capa de lipopolisacaridos de G- donde esta el 1º colorante. Colorante de contraste básico, safranina o rojo metilo . que tiñe a las G-.

a) Azul de metileno (Tinción positiva).
Permite teñir el interior celular. Tiñe microorganismos procarióticos (vivos o muertos). Los eucarióticos sólo se tiñen si están muertos. Algunas estructuras, como los corpúsculos metacromáticos, se tiñen más intensamente con este colorante que el resto de la célula. El azul de metileno se usa como tintura para teñir ciertas partes del cuerpo antes o durante la cirugía. Su uso es principalmente como antiséptico y cicatrizador interno. También se utiliza como colorante en las tinciones para la observación en el microscopio.

Tarea #2 Medio de Cultivo

MEDIO DE CULTIVO

Uno de los sistemas más importantes para la identificación de microorganismos es observar su crecimiento en sustancias alimenticias artificiales preparadas en el laboratorio. El material alimenticio en el que crecen los microorganismos es el Medio de Cultivo y el crecimiento de los microorganismos es el Cultivo. Se han preparado más de 10.000 medios de cultivo diferentes. Para que las bacterias crezcan adecuadamente en un medio de cultivo artificial debe reunir una serie de condiciones como son: temperatura, grado de humedad y presión de oxígeno adecuado, así como un grado correcto de acidez o alcalinidad. Un medio de cultivo debe contener los nutrientes y factores de crecimiento necesarios y debe estar exento de todo microorganismo contaminante. La mayoría de las bacterias patógenas requieren nutrientes complejos similares en composición a los líquidos orgánicos del cuerpo humano. Por eso, la base de muchos medios de cultivo es una infusión de extractos de carne y Peptona a la que se añadirán otros ingredientes. El agar es un elemento solidificante muy empleado para la preparación de medios de cultivo. Se licua completamente a la temperatura del agua hirviendo y se solidifica al enfriarse a 40 grados. Con mínimas excepciones no tiene efecto sobre el crecimiento de las bacterias y no es atacado por aquellas que crecen en él. La Gelatina es otro agente solidificante pero se emplea mucho menos ya que bastantes bacterias provocan su licuación.

SIEMBRA

Sembrar es introducir artificialmente una porción de muestra en un medio adecuado, con el fin de iniciar un cultivo microbiano. Luego de sembrado, el medio de cultivo se incuba a una temperatura adecuada para el crecimiento.
La siembra puede realizarse en medio líquido, sólido o semisólido, utilizando punta, ansa, hisopo o pipeta estéril.
Cultivo en medio líquido Se realiza en tubos o en matraces. El crecimiento se puede manifestar por enturbiamiento, por formación de velo o película, o por sedimento.
Cultivo en medio sólido
Puede ser en tubos o placas.
a) Tubos con agar inclinado. Para sembrarlos, se mueve el ansa o la punta suavemente sobre la superficie del agar con un movimiento en zigzag desde el fondo hasta la parte superior, cuidando de no dañar el agar. b) Tubos sin inclinar. Se siembran introduciendo una punta en el centro del agar. También se llama siembra por picadura. c) Siembra en placas. Puede ser en superficie o incorporada.

CLASIFICACIÓN DE LOS MEDIOS DE CULTIVO
MEDIOS ENRIQUECIDOS

Algunos microorganismos no son capaces de desarrollarse en medios de cultivo normales. Para cultivarlos necesitamos añadir sustancias altamente nutritivas como sangre, suero, extractos de tejidos animales. MEDIOS SELECTIVOS Contienen uno o varios compuestos que inhiben el crecimiento de un determinado tipo de microorganismos y no afectan a otros tipos. Otra manera es modificar la fuente de carbono; si sustituimos la glucosa por maltosa, seleccionamos aquellos microorganismos capaces de digerirla. MEDIOS DIFERENCIALES Contienen distintos compuestos químicos o indicadores sobre los que determinados microorganismos adquiere coloraciones específicas o reaccionan de una manera determinada. MEDIOS SELECTIVOS Y DIFERENCIALES Se usa para detectar E. Coli y Salmonella. E. Coli es tolerante a la lactosa. Al digerirla, libera ácidos, por lo que se crea un medio ácido y el indicador se pone rojo. Salmonella no tolera la lactosa, por lo que no formará ácidos y formará colonias incoloras. CULTIVOS PUROS: MEDIOS DE OBTENCIÓN Los microorganismos en estado natural crecen de forma heterogénea o mixta. Cuando queremos estudiar un microorganismo dado, debemos aislarlo. Un cultivo puro es aquel que contiene un solo tipo de microorganismo.
Tinción:

Tarea #1 caracteristicas de paranecium 3ER. PARCIAL

Paramecium

Los paramecios (género Paramecium) son protozoos ciliados con forma de suela de zapato o elipsoide, habituales en aguas dulces estancadas con abundante materia orgánica, como charcos y estanques. Son probablemente los seres unicelulares mejor conocidos y los protozoos ciliados más estudiados por la Ciencia. El tamaño ordinario de todas las especies de paramecios es de apenas 0'05 milímetros. Carecen de flagelos, pero los cilios son muy abundantes y recubren toda su superficie. A ellos les corresponde proporcionar movimiento al organismo. La membrana externa absorbe y expulsa regularmente el agua del exterior con el fin de controlar la osmorregulación, proceso dirigido por dos vacuolas contráctiles. En su anatomía destaca el citostoma, una especie de invaginación situada a todo lo largo del paramecio de la que éste se sirve para capturar el alimento, conformado por partículas orgánicas flotantes y microorganismos menores. El citostoma conduce a una citofaringe antes de que el alimento pase al interior de este protozoo. Otros orgánulos de fácil observación son el núcleo eucariota, situado junto a un "micronúcleo" en el centro del paramecio, y las vacuolas digestivas, que digieren constantemente el alimento capturado. Los desechos se expulsan por exocitosis, mediante vacuolas de secreción que se originan a partir de las digestivas. Como muchos otros microorganismos, los paramecios se reproducen asexualmente por fisión binaria.Se trata de un protozoo minúsculo con forma de zapatilla que abunda en lagos, estanques y charcos. Se mueve constantemente, para lo cual se sirve de innumerables hebras microscópicos llamados cilios, con los que golpea el agua a modo de remos. Los paramecios se alimentan de bacterias y otros organismos microscópicos. Para atrapar su alimento, utilizan una boca en forma de ranura.

Escherichia coli

Las bacterias del género E. coli son Gram-negativas, tienen forma de barra y pertenecen a la familia Enterobacteriaceae. Esta bacteria es un habitante común de los intestinos de todos los animales, incluyendo el de los humanos. Cuando se usan métodos de cultivos aeróbicos, esta bacteria es la especie dominante encontrada en las heces. Normalmente cumple una función importante en el cuerpo, suprimiendo el crecimiento de especies dañinas de bacterias así como también sintetizando cantidades apreciables de vitaminas. Son pocas las cepas de E. coli capaces de causar enfermedades a los humanos a través de diferentes mecanismos. Entre ellas están las cepas enteroinvasivas (EIEC) responsables de una forma de la disentería bacilar. No obstante, es desconocido aún el tipo de alimentos que pueden hospedar a estas bacterias patogénicas.

Salmonella typhy

con forma de barra, no espongiforme y Gram negativa,. Está presente muy frecuentemente en los animales, especialmente en las aves y los porcinos. Entre las fuentes ambientales de este organismo se incluyen el agua, el suelo, los insectos, las superficies de las fábricas, las superficies de las cocinas, las heces fecales de los animales, las carnes crudas, el pollo crudo, los productos marinos crudos, entre otros.

Proteus

Las especies de Rickettisias que causan tifo tienen componentes antigénos idiotípicos con Proteus ( OX-19, OX-2 OX-K), esta relación se usó en el diagnóstico de tifo. Las especies de Rickettsia son cocobaciolos pequeños plemórfos que funcionan como parásitos intracelulares. La inmunidad por lo general es de larga duración, con algunas excepciones. El tifus endémico puede causar recaíadas 10 o 20 años después de la aparente recuperación (enfermedad de Grill Zinseer). La fiebre de las trincheras se caracteriza por las recaídas.

brucella abortus

B. abortus es una bacteria Gram negativa con un lipopolisacárido (LPS) fuertemente inmunodominante, el que junto con la capacidad de sobrevivir en el interior de células fagocíticas constituyen sus principales factores de virulencia. La infección en humanos conduce a una enfermedad con tendencia a la cronicidad, con fiebre y malestar recurrentes que deterioran su calidad de vida y que además puede presentar complicaciones como artritis, meningitis, entre otras.

Tarea #10

Cuestionario: 1 Segunda unidad .
1.- Es un instrumento para medir dimensiones de objetos relativamente pequeños, Se atribuye al cosmógrafo y matemático portugués que se llama:
2.- En qué año se le atribuye el pie de rey al cosmógrafo y matemático portugués.

3.- También se ha llamado pie de rey al:
4.- En que año se le atribuye el pie de rey al geómetra pedro Vernier.

5.- ¿Qué otro nombre recibe el origen del pie de rey?

:::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::::
En los recuadros siguientes ponga el número y nombre correspondiente de la figura de medición

• 1. Mordazas para medidas exteriores .
• 2. Mordazas para medidas interiores .
• 3. Coliza para medida de profundidades .
• 4. Escala con divisiones en centímetros y milímetros .
• 5. Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgada .
• 6. Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido.
• 7. Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido .
• 8. Botón de deslizamiento y freno .

Descripción del Pie de Rey o Vernier. 121 palabras utilizaras para su descripción.

Consta de una "regla" con una escuadra en un extremo, sobre la cual se desliza otra destinada a indicar la medida en una escala. Permite apreciar longitudes de 1/10, 1/20 y 1/50 de milímetro utilizando el nonio. Mediante piezas especiales en la parte superior y en su extremo, permite medir dimensiones internas y profundidades. Posee dos escalas: la inferior milimétrica y la superior en pulgadas. Mordazas para medidas externas. Mordazas para medidas internas. Coliza para medida de profundidades. Escala con divisiones en centímetros y milímetros. Escala con divisiones en pulgadas y fracciones de pulgada. Nonio para la lectura de las fracciones de milímetros en que esté dividido. Nonio para la lectura de las fracciones de pulgada en que esté dividido. Botón de deslizamiento y freno.

REPOR DE DE PRACTI CA No.3

OBJETIVO

Manejar y saber utilizar las pipetas. Pipetear cada una de las diferentes pipetas, jugamos a pipetear pero más que un juego, logramos manejar y pipetear las pipetas al agua. Me gusto, comprendí y logre pipetear

INTRODUCCION

Colocamos cada material en la mesa y empezamos a pipetear, fuimos paso a paso , primero empezamos a pipetear la pipeta de 5 a 10 (mililitros) después la pipeta de Pasteur., también utilizamos la caja de petri, para colocar una gota de agua. Después utilizamos la pipeta de 10 a 100 (mililitros)

INDICE
1. Objetivo…..
2. Introducción…..
3. Marco teórico…..
4. Conclusión…..
5. Bitácora…..

MARCO TEORICO

Lo primero que hicimos fue ponernos nuestro equipo de bioseguridad, a casa mesa se le dio unas pipetas- pipeta de Pasteur , caja de petri, probeta, matraz, flemeyer tuvimos que saber manejar las pipetas , cada miembro de la mesa, pipeteo con cada unas de las pipetas. . Pipeteamos una cierta cantidad que al pasar a la probeta. Llegaba exactamente a 10 Mm. todos aprendimos a utilizar las pipetas. Pipeta de Pasteur. Tuvimos que pasar a la caja de petri un agota de agua

CONCLUSION

Creo que estubo muy divertida la practica. Aprendimos a utilizarlas y amanejarlas con mucho cuidado ya que son instrumentos muy valiosos y necesarios para el laboratorio clínico y a algunos compañeros tuvieron unos problemas ya que al estar pipeteando y despues comprobar con la probeta graduada no nos daba la cantidad que queriamos y unos de mis compañeros al estar pipeteando se tomaron un poco de agua


BITACORA

Ponernos equipo de bioseguridad: 10 Mm.

Realizar la practica: 40 Mm.

recoger el material: 10 Mm.

REPORTE DE PRACTICA No. 1

OBJETIVO

El objetivo principal de la practica es tener bajo control el enfoque en el microscopio, durante la practica se debe observar la muestra o lo que se desee observar por medio de los oculares.
Con los tornillos macro métrico y micrométrico ajustar a un nivel en el cual se pueda ver en un nivel claramente la estructura.

INTRODUCCION

En el siguiente reporte se presentan las estructuras de las células vegetales; por medio de la enfocacion por un microscopio.
Durante la práctica se sigue un reglamento para la perfecta enfocacion de la muestra. En este cao son vegetales; la estructura varia de acuerdo al tipo de células y la forma de cada uno (tomate, cebolla y lechuga)

INDICE
1. Objetivo.....
2. Introducción…..
3. Marco teórico…..
4. Conclusión…..
5. Bitácora….


MARCO TEORICO

“Enfocacion en microscopio células vegetales “
(Tomate, cebollas y lechuga)

El enfoque consiste en acercar lo mas posible la platina a los objetivo para poder observar microscópicamente y con claridad la estructura de las células en los vegetales.

Este método consiste en acércanos a los oculares y con ayuda de los tornillos macro métrico y micrométrico, ajustarlos de una forma que se pueda observar bien clara la estructura celular de cada muestra que se ocupe.

En tal caso se observaron células vegetales; que forman parte de los tejidos y órganos del mismo. Su pared celular es rígida, lo que determina las formas geométricas que se encuentran en los tejidos vegetales como hexagonales observando en las células
Los vegetales que e observaron fueron el tomate. Cebolla y la lechuga, las cuales como ya se menciono tienen estructuras muy diferentes.

CONCLUSION:

Como conclusión se puede decir que la enfocacion el poder enfocar es algo muy básico y fundamental para cualquier observación lógicamente.
Las estructuras de los vegetales son diferentes a pesar de ser del mismo tipo de células


BITACORA

Tomar el material :10

Enfocar microscopio : 50

Enfocar muestra de lechuga: 8

Enfocar muestra de tomate: 2

Enfocar muestra de cebolla : 3

Limpiaar el equipo : 5

REPORTE DE PRACTICA No. 2

OBJETIVO

El objetivo principal de la práctica de pesos y medidas es aprender a pesar con la balanza granatoria, sacar el peso de ciertas sustancias.
Conocer las capacidades volumétricas de los materiales de laboratorio, su uso y función checar cuanta capacidad se tienen en cada uno para sustancias solidas y liquidas.


INTRODUCCION

En el reporte se presenta algunos datos de la práctica de pesos y medidas. Durante la practica se sigue una serie de instrucciones y se van pesando material por material calculando la capacidad de cada uno con cada sustancia, ya sea solida o liquida.

INDICE
1. Objetivo…..
2. Introducción….
3. Marco teórico…..
4. Conclusión…..
5. Bitácora…..


MARCO TEORICO

“PESOS Y MEDIDAS”

Como el nombre lo dice, en la practica se baso en sacar el peso de todos los materiales de laboratorio clínico utilizados el peso es la medida de fuerza que ejerce la gravedad sobre la masa de un cuerpo. En este caso el peso de cada material. La medida es una función que asigna un numero, es decir un tamaño, un volumen o una probabilidad.
Así el peso y medida sacado fue a los siguientes materiales: vaso de precipitados, cristalizador, probeta graduada, pipeta volumétrica y graduada, pipeta Pasteur, vidrio de reloj, espátula, pipeta de Saly, caja de petri.
Al principio se pesaron y sacaron medidas solas, después se pesaron y midieron con sal y otras sustancias, dándonos cuenta del peso de la sustancia comparado con el del material solo. Fueron pesados en una balanza granataria.


CONCLUSION

Como conclusión de práctica resulto que existe una gran diferencia entre pesos y medidas, aunque se piensa que es lo mismo, no lo es, son dos cosas muy diferentes. Por que el peso es medido para masa y se representa en gr, kilogramos etc. Y la medida es basada en el volumen litros, mililitros, etc.
Y cada material de laboratorio tiene diferente capacidad en medida para contener una sustancia. Liquida o solida siempre cambia.

BITACORA

Actividad
Minutos
Ponernos equipo de bioseguridad
15
Recoger Material Necesarios para la practica
10
Pesar y Medir Material de Laboratorio
1hr con 30 min.

Tarea#2 Las Celulas Vegetales

Células vegetales

Estas forman parte de los tejidos y órganos vegetales.la presencia de los cloroplastos, de grandes vacuolas y de una pared celular que protege la membrana celular.
La membrana celular es rígida, lo que determina las formas geométricas que encontramos en los tejidos vegetales, como el hexagonal observado en las células de la cubierta de la tela de la cebolla.


Células de la cebolla

Células de epidermis de la cebolla; son células eucariotas pluricelulares vegetales; son de forma alargada y bastante grandes.la membrana celular celulósica se destaca muy clara, teñida por el colorante. Los núcleos son grandes y visibles, en el interior de los mismos se puede llegar a percibir granulaciones, son los nucléolos. El citoplasma tiene aspecto bastante claro, en el se distinguen algunas vacuolas grandes, débilmente coloreadas; en algunas ocasiones se observa que la preparación tiene a manera de mosaico otros extractos de células que proceden de las capas mas internas que fácilmente han podido ser arrancadas al desprenderse la epidermis.

Células del tomate

Durante la observación en el microscopio y mediante una aguja histológica un fragmento de la parte interna del tomate, en la zona donde el tejido es compacto, se deposita este sobre un porta y presionando suavemente sobre el cubre se observan grandes células esféricas u ovoides en cuyo citoplasma pueden verse granulaciones anaranjadas que son los cromoplastos.
Pueden verse también grandes vacuolas incoloras en células menos alteradas así como el núcleo.

Células de la lechuga

Las estomas poseen cloroplastos, estas se encuentran sobretodo en las partes aéreas del vegetal y especialmente en hojas, tallos normales y rizomas. Las células epidérmicas cubren las estructuras primarias dela planta. Su estructura es aplanada, con formas a menudo irregulares, interdigitadas, otras veces con formas mas regulares poligonales, sobre todo hexágonos.

Tarea#5 Trabajo de Medios de Cultico

TRABAJO DE MEDIOS DE CULTICO


INSTRUCCIONES: realizar los siguientes problemas correspondientes de medio de cultivo.

1. Anotar el nombre de medio de cultivo que se nos facilita, con todos los datos visibles en su etiqueta.
2. Leer cuidadosamente las indicaciones que contiene el bote de medio de cultivo
3. Rehidratar el contenido en gramos para 1000 ml, del cual deberá ocupar un porcentaje para re hidratar en 250 ml, 175 ml y 138 ml

Medio de cultivo
Agar verde brillante

Método de preparación:

Re hidratar 58 gr del medio en un litro de agua destilada. Reposar 10-15 minutos. Calentar agitando frecuentemente hasta el punto de ebullición durante 1 minuto para disolverlo por completo. Esterilizar en autoclave a 121’C (15lbs de presión) durante 15 minutos vaciar en cajas de petri estériles.

FORMULA: gramos por litro

agar 20.0
Cloruro de sodio 5.0
Extracto de levadura 3.0
lactosa 10.0
Peptona especial 10.0
Rojo de fenol 0.08
sacarosa 10.0
Verde brillante 0.0125

Operaciones:

1. 1000ml-----58g
250ml-------x

X= (250ml) (58g)/1000 ml

X=14.5gr

2. 1000ml------58gr
175ml-------x

X= (175ml) (58gr)/1000ml

X=10.15gr



3. 1000ml------58gr
138ml-------x

X= (138ml) (58gr)/1000ml

X=8.004gr

Tarea#6 inv. MEDIOS DE CULTIVO

MEDIOS DE CULTIVO

En biología, y específicamente en microbiología, un cultivo es un método para la multiplicación de células o microorganismos, o para el crecimiento de tejidos en el que se prepara un medio óptimo para favorecer el proceso deseado; es empleado como un método fundamental para el estudio de las bacterias.
Esto se lleva a cabo al cultivarlas en un medio líquido o en la superficie de un medio sólido de agar. Los medios de cultivo contienen distintos nutrientes que van, desde azúcares simples hasta sustancias complejas como la sangre o el extracto de caldo de carne. Para aislar o purificar una especie bacteriana a partir de una muestra formada por muchos tipos de bacterias, se siembra en un medio de cultivo sólido donde las células que se multiplican no cambian de localización; tras muchos ciclos reproductivos, cada bacteria individual genera por escisión binaria una colonia macroscópica compuesta por decenas de millones de células similares a la original. Si esta colonia individual se siembra a su vez en un nuevo medio crecerá como cultivo puro de un solo tipo de bacteria.
Diferencia entre un medio de cultivo sólido y uno líquido: El medio de cultivo sólido contiene entre 1.5 i 2% de agar-agar; el medio líquido no contiene agar-agar.
Muchas especies bacterianas son tan parecidas morfológicamente que es imposible diferenciarlas sólo con el uso del microscopio; en este caso, para identificar cada tipo de bacteria, se estudian sus características bioquímicas sembrándolas en medios de cultivo especiales. Así, algunos medios contienen un producto que inhibe el crecimiento de la mayoría de las especies bacterianas, pero no la de un tipo que deseamos averiguar si está presente. Otras veces el medio de cultivo contiene determinados azúcares especiales que sólo pueden utilizar algunas bacterias. En algunos medios se añaden indicadores de pH que cambian de color cuando uno de los nutrientes del medio es fermentado y se generan catabolitos ácidos. Si las bacterias son capaces de producir fermentación, generan gases que pueden ser apreciados cuando el cultivo se realiza en un tubo cerrado.
A la izquierda, placas de Petri con cultivos bacterianos en medio sólido. A la derecha, tubos con cultivos en medio líquido inoculados con puntas de micro pipeta.
Con otros medios de cultivo se identifica si las bacterias producen determinadas enzimas que digieren los nutrientes: así, algunas bacterias con enzimas hemolíticas (capaces de romper los glóbulos rojos) producen hemólisis y cambios apreciables macroscópicamente en las placas de agar-sangre. Los diferentes medios y técnicas de cultivo son esenciales en el laboratorio de microbiología de un hospital, pues sirven para identificar las bacterias causantes de las enfermedades infecciosas y los antibióticos a los que son sensibles esas bacterias.
Los cultivos suelen usarse en medicina para determinar la presencia de agentes patógenos en fluidos corporales (p. ej. la sangre o la orina).
Para que las bacterias crezcan adecuadamente en un medio de cultivo artificial debe reunir una serie de condiciones como son: temperatura, grado de humedad y presión de oxígeno adecuado, así como un grado correcto de acidez o alcalinidad. Un medio de cultivo debe contener los nutrientes y factores de crecimiento necesarios y debe estar exento de todo microorganismo contaminante.
La mayoría de las bacterias patógenas requieren nutrientes complejos similares en composición a los líquidos orgánicos del cuerpo humano. Por eso, la base de muchos medios de cultivo es una infusión de extractos de carne y Peptona a la que se añadirán otros ingredientes.

Tarea #4 camara de neubauer

Sangre


Recuento de eritrocitos
Recuento de eritrocitos: ejemplo
Observe que en la grilla de la cámara de Neubauer las áreas de recuento de eritrocitos y linfocitos son diferentes. Los glóbulos rojos se cuentan en las áreas coloreadas de rojo, mientras que los glóbulos blancos se cuentan en las áreas coloreadas de azul. Ten en cuenta que la grilla central tiene 25 cuadrados de 1mm x 1mm de área y 0.10 mm de profundidad. El factor de dilución es por tanto de 1:200. Convierte el número de glóbulos rojos contados en 5 cuadrados a nº glóbulos rojos/µl. (1 µl (microlitro) = 1 mm3 )
Como se hace?




La imagen de abajo simula el campo que esta viendo al microscopio con un objetivo de 45x. Solo es visible el centro de la grilla. Intenta verificar esto al ir moviendo el campo de derecha-izquierda y de arriba-abajo, como si de una pletina de microscopio se tratase. Cuenta los glóbulos rojos en los cinco cuadrados mencionados anteriormente y determina el recuento de eritrocitos como se ha descrito anteriormente..
Muy importante: Cuando un eritrocito se sitúa en mitad de las líneas superior y/o de la izquierda, entonces es contabilizado. Pero no se contabiliza cuando se sitúa en mitad de las líneas inferior y/o de la derecha..
El rango normal de recuento de glóbulos rojos es el siguiente:
Mujeres: 3.9-5.6 millones/µl
Hombres: 4.5-6.5 millones/µl
Determine el recuento del sujeto cuya muestra aparece en la imagen.
Cual es la solución?



Técnicas de estudio de líneas celulares
TÉCNICAS DE CONTAJE CELULAR
Una suspensión celular se caracteriza por presentar un número de partículas microscópicas dispersas en un fluido. Habitualmente será necesario determinar tanto la densidad de las células en la suspensión como el porcentaje de éstas que son viables.
Para determinar la densidad de las células se emplean diferentes técnicas, desde la relativamente simple cámara de contaje celular de la que existen numerosas variantes, entre ellas la que empleamos (cámara de Neubauer), hasta equipos automáticos de contaje celular como el "Cell Coulter" de la empresa Beckman-Coulter.
El principio del contador celular se basa en la medida de los cambios en la resistencia eléctrica que se producen cuando una partícula no conductora en suspensión en un electrolito atraviesa un pequeño orificio. Como se puede ver en el esquema, una pequeña abertura entre los electrodos es la zona sensible a través de la que pasan las partículas que se encuentran en suspensión. Cuando una partícula atraviesa el orificio desplaza su propio volumen de electrolito. El volumen desplazado es medido como un pulso de voltaje. La altura de cada pulso es proporcional al volumen de la partícula. controlando la cantidad de la suspensión que circula a través del orificio es posible contar y medir el tamaño de las partículas. Es posible contar y medir varios miles de partículas por segundo, independientemente de su forma, color y densidad.
En la unidad de Citometría de flujo y Microscopia Confocal de los Servicios Científico-Técnicos de la Universidad de Barcelona se dispone de contadores celulares.
Sin embargo, es posible determinar la densidad celular empleando métodos más sencillos. Nos basta con una cámara de contaje celular, por ej. la cámara de Neubauer, y un microscopio. Una cámara de contaje celular es un dispositivo en el que se coloca una muestra de la suspensión a medir. El dispositivo presenta unas señales que determinan un volumen conocido (x microlitros). Al contar bajo el microscopio el número de partículas presentes en ese volumen se puede determinar la densidad de partículas en la suspensión de origen.
La cámara de Neubauer es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste de fases. Se trata de un portaobjetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula como la que se ve en la imagen. Es un cuadrado de 3 x 3 mm, con una separación entre dos lineas consecutivas de 0.25 mm. Así pues el área sombreada y marcada L corresponde a 1 milimetro cuadrado. La depresión central del cubreobjetos está hundida 0.1 mm respecto a la superficie, de forma que cuando se cubre con un cubreobjetos éste dista de la superficie marcada 0.1 milímetro, y el volumen comprendido entre la superficie L y el cubreobjetos es de 0.1 milímetro cúbico, es decir 0.1 microlitro.
Si contamos las cuatro áreas sombreada (L) observando un total de x células entre las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será :
concentración en la suspensión (células / mL) = 10000 (x/4)
En la imagen puedes observar el aspecto de una de las regiones marcadas como L y que en el microscopio se ven como una cuadrícula de 16 pequeños cuadrados de 0.25 milímetros de lado. Esta imagen ha sido tomada empleando un microscopio invertido de contraste de fases.
Existen numerosos modelos de cámaras de contaje celular adaptadas a su uso en microscopía. En la imagen puedes observar una cámara de Neubauer doble, como las que usas en el laboratorio de prácticas.
Para determinar la viabilidad celular se emplean diferentes métodos. El más común es el de tinción con azul tripán. El azul tripán es un coloide que se introduce en el interior de las células que presentan roturas en la membrana. Así pues las células que aparecen en la imagen, claramente de color azul, son consideradas no viables. Asimilar células blancas, por exclusión, a células viables es un error pues por este método se sobrevalora la viabilidad de las células en la suspensión, determinando como inviables sólo aquellas con la membrana rota. Existen otros métodos de determinación de la viabilidad celular como el más preciso de la tinción con ioduro de propidio

En la red dispones de descripciones detalladas sobre como utilizar un hemocitómetro, como la propuesta por P.J. Hansen, o la detallada descripción que aporta Beckton-Dickinson, y los problemas de cálculo de parámetros celulares que plantea empleando datos obtenidos a partir de un hemocitómetro, y otros protocolos para el contaje de células (en protocol-online)




se aseptiza el dedo con alcohol y luego se seca al aire o con algodón. Se coge entre el pulgar y el índice y se hace una punción rápida y penetrante a través de la piel de la punta del dedo con una lanceta estéril.
2. Se deshecha la primera gota de sangre y se aspira la siguiente con la pipeta de dilución perfectamente limpia y seca hasta la señal 1 o 0.5 (también puede utilizarse la pipeta de hemoglobina, de 20 microlitros). Hay que evitar la entrada de burbujas de aire, pudiendo ayudarnos de un papel de filtro para conseguir el enrasado.
3. A continuación se toma con la pipeta líquido de Hayem, isotónico con la sangre, hasta la señal 1; así, la sangre queda diluida al 1/10, si tomamos sangre hasta la señal 1, o al 1/20 si tomamos hasta 0.5. Esto es así porque el volumen de la bola de la pipeta es 100 veces superior al del capilar de la misma. (Si hemos utilizado la pipeta de hemoglobina podemos diluir su contenido en 2 o 4 ml de líquido de Hayem para obtener diluciones 1/100 o 1/200).
4. Tomamos la pipeta (o el tubo de ensayo) entre los dedos índice y pulgar y agitamos. A través de la goma de conexión con la pipeta, soplamos para despreciar las primeras gotas por corresponder al líquido que estaba en el capilar.
5. Se adapta un cubreobjetos sobre una cámara cuentaglóbulos limpia y seca y se coloca una gota en uno de los lados del cubre; esta gota penetra por capilaridad y rellena el retículo de la misma.
6. Una vez preparada la cámara se coloca sobre la platina del microscopio dejándose unos minutos en reposo para que sedimenten los glóbulos. Disponemos el condensador bajo y luz débil; enfocamos primero con el objetivo débil seco y luego se cambia al fuerte seco para proceder al recuento, que se lleva a cabo en los cuadrados pequeños del retículo marcado en color rojo. Finalizado el recuento se procede a la limpieza de la pipeta con acético 1:3, agua destilada y alcohol-éter sucesivamente.
7.El volumen de sangre en el cual se han contado las células resulta de multiplicar la profundidad de la cámara por el factor de dilución, la superficie de los cuadrados y el número de cuadrados contados.
Con cámara de NEUBAUER: Superficie de 1 cuadrado grande (1/20 mm de lado):

Volumen de un cuadrado grande (1/10 mm de profundidad):

Si contamos "a" glóbulos rojos en "n" cuadrados pequeños, el número de glóbulos por cuadrado será a/n.
Si en un volumen 1/4000 mm3 hay a/n glóbulos rojos, en 1 mm3 habrá X. Luego:

siendo X el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre diluida.
Si la sangre se diluyó a 1/100 o 1/200, habrá que multiplicar el valor X por 100 o 200 respectivamente, con lo cual obtendremos un nuevo valor, Y, que representa el número de glóbulos rojos existentes por cada mm3 de sangre (sin diluir).


Se utilizan para calcular, mediante el uso del microscopio, el número de partículas (leucocitos, hematíes, bacterias…) por unidad de voluimen de un líquido.
La cámara está constituida por una placa base de vidrio especial pareciso a un porta, su parte central se encuentra separada de los extremos por unas ranuras. en ella se encuentran las cuadrículas de recuento.
La fórmula de contaje es: partículas/mm3= partículas contadas. Clases de cámaras:
- Neubauer improved: Es el más utilizado (9 cuadros grandes, cada 1 de 1 mm2.)
- Neubauer: La diferencia es el cuadro grande central.
- Thoma: Se utiliza solo para el recuento de eritrocitos. - Fuchs-Rosenthal: Se utiliza habitualmente para recuento de células en líquidos orgánicos (LCR, Líquido sinovial…)